El moho gris producido por el hongo Botrytis cinerea es una de las principales limitantes fitosanitarias en la producción de frutos rojos, afectando cultivos de fresa, mora, arándano y frambuesa. B. cinerea produce pérdidas que van del 25 al 55% en campo y hasta el 89% en postcosecha en ausencia de un manejo adecuado (Rabasco-Vílchez et al., 2025).
La complejidad en el control del moho gris radica, fundamentalmente, en la capacidad del patógeno para colonizar el tejido vegetal de forma asintomática. B. cinerea se establece en las estructuras florales, donde entra en un estado de quiescencia si el entorno o las condiciones ambientales no favorece su avance inmediato, reactivando la infección de forma agresiva una vez las condiciones le son adecuadas, coincidiendo con la maduración de los frutos y su almacenamiento postcosecha. Debido al estado de quiescencia, la mayoría de los frutos, aunque pueden estar infectados, son asintomáticos al momento de su cosecha, pudiendo pasar menos de 24 horas entre la reactivación de la infección, la aparición signos o síntomas y su deterioro (Molina et al., 2004; Prusky y Lichter,2007; Zhao et al., 2023).
El principal método de control del moho gris ha sido la aspersión de fungicidas de síntesis química, que dependiendo del cultivo se aplican con una frecuencia de siete a quince días moléculas como azoxistrobina, benomilo, boscalid, captán, carbendazim, ciprodinil, difenoconazol, fenhexamida, fludioxonil, iprodiona, mancozeb o tebuconazol (Hahn, 2014).
Sin embargo, B. cinerea está clasificado como un patógeno de alto riesgo debido a su capacidad para desarrollar rápidamente resistencia a los fungicidas usados para su control (FRAC 2019). El constante uso de fungicidas, particularmente en cultivos de fresa con aplicaciones semanales, ha ejercido una fuerte presión de selección que favorece la aparición de cepas multirresistentes. Este fenómeno compromete severamente la eficacia de los tratamientos químicos convencionales, limitando las opciones efectivas de control (Hahn, 2014; Abbey et al., 2024; Wu et al., 2024).
Diversos estudios documentan la creciente multirresistencia de B. cinerea en cultivos de fresa a nivel global. En Alemania (Weber 2011), se identificó resistencia en 353 aislamientos a fungicidas como estrobilurinas (77%), iprodiona (64%), fenhexamida (45%), tiofanato de metilo y fludioxonil (41%), boscalid (22%) y ciprodinil (15%). De manera similar, en Florida (2012), una epidemia de moho gris que no pudo ser controlada por los fungicidas disponibles, reveló niveles críticos de resistencia en 392 aislamientos obtenidos de diferentes cultivos, destacando resistencia a boscalid (85%), piraclostrobina (87%), ciprodinil (53%), fenhexamida (44%) y fludioxonil (18%) (Amiri et al., 2013).
Adicionalmente, la alta frecuencia de aspersiones de fungicidas se ha convertido en un riesgo para la salud de los consumidores dada la residualidad de estas moléculas en la fruta cosechada, debido a que estas plantas son de fructificación continua y su cosecha se realiza semanalmente, sin permitir cumplir con períodos de carencia, convirtiéndose en un riesgo de salud pública (Zapata y Beltrán 2019; Lagos-Álvarez et al., 2022).
Para lograr una estrategia de control efectiva y sostenible, es fundamental implementar un manejo integrado que combine la rotación de fungicidas químicos basada en diferentes modos de acción y criterios toxicológicos bajo supervisión profesional con el uso bioplaguicidas formulados con microorganismos antagonistas; estos últimos reducen el inóculo de B. cinerea y mitigan tanto la resistencia del patógeno como la residualidad química en el fruto (Elad, 2016).
Uno de estos bioplaguicidas es Tricotec® WG (desarrollado por AGROSAVIA) cuyo principio activo son conidios del hongo Trichoderma koningiopsis cepa Th003, este hongo presenta alta adaptabilidad a las condiciones del suelo y la filosfera, y mediante la competencia por espacio y nutrientes, la producción de compuestos antifúngicos, la producción de enzimas líticas, el micoparasitismo o la inducción de respuestas de defensa reduce la infección del patógeno (Cotes et al., 2018; Moreno-Velandia et al., 2020).
Evaluación en condiciones comerciales
Para determinar el efecto de la aplicación de Tricotec® WG (dosis de 1 g. L – 1×106 conidios. mL) en el control del moho gris en el cultivo de mora, se desarrolló un ensayo en dos cultivos comerciales establecidos en el municipio de Silvania (Cundinamarca), uno en la vereda Agua Bonita y otro en la vereda Monterrico. El esquema de manejo consistió en aplicaciones del bioplaguicida con una frecuencia quincenal a partir de la presencia de botones florales, estas se compararon con aplicaciones de fungicidas químicos (productor: carbendazim; químico: procloraz y difenoconazol) contando con un absoluto. Como variable principal se determinó la incidencia de la enfermedad mediante un monitoreo semanal durante 77 días, cuantificando la relación entre frutos sanos cosechables y frutos afectados por el patógeno.
La incidencia de moho gris en los testigos absoluto en Agua Bonita y Monterrico fue del 8.7% y 15% respectivamente, afectando negativamente la producción de fruta. Por otra parte, aunque el uso de Carbendazim redujo la incidencia (6.2% y 11% respectivamente), su eficacia en el control de la enfermedad fue la más baja de las alternativas evaluadas, debido eventualmente a la resistencia del patógeno documentado en la zona (Uribe et al., 2013), siendo superado por las aplicaciones de procloraz y difenoconazol (3.7% y 8.2% respectivamente).
No obstante, las aplicaciones de Tricotec® W mostraron ser más eficientes al registrar la menor incidencia de la enfermedad con un 3.1% y 6%, respectivamente, mostrando además la mayor producción de fruta con un rendimiento medio de 5.6 Kg. cosecha por semana, comparados con los 4 kg del tratamiento químico y los 3.4 Kg del testigo absoluto (Zapata y Cotes 2013).
Por otra parte, en ensayos tendientes a determinar la eficacia de Tricotec® WG en el control del moho gris en fresa, se realizó una evaluación en dos cultivos comerciales; el primero, ubicado en la vereda Tierra Morada (Facatativá) en la variedad de fresa Monterrey; y el segundo, en la vereda San José (Mosquera)en la variedad de fresa Albión. Se evaluaron las dosis de 0.5, 1 y 1.5 g. L de Tricotec® WG (concentraciones 5×105; 1×106 y 1.5×106 conidios. mL respectivamente) aplicadas con una frecuencia semanal durante 57 días, contando con un testigo absoluto. Antes del inicio de las aplicaciones, se realizó un manejo fitosanitario que incluyó el control de arvenses y una poda para eliminar hojas senescentes y frutos enfermos, todo con el objetivo de optimizar la eficacia del bioplaguicida.
Previo a cada aplicación se recolectaron tanto los frutos sanos como los afectados por la enfermedad y a partir de estos datos se determinó la incidencia, parámetro base para calcular la eficacia de cada tratamiento en el control del moho gris.
Durante el período de evaluación las condiciones ambientales en el cultivo de favorecieron la incidencia del moho gris, presentando una humedad relativa media del 80% (consecuencia de las constantes lluvias que se presentaron en ese momento) y a una temperatura media de 14°C. Este escenario contrastó con el de Mosquera, donde predominó un ambiente seco y cálido durante el periodo de evaluación.
Las tres dosis de Tricotec® WG redujeron la incidencia de moho gris en las dos localidades. En Facatativá, donde la alta humedad favoreció la incidencia de la enfermedad, la eficacia en su control osciló entre el 35% y 53% (destacando la dosis de 1 g/L); mientras que, en Mosquera, bajo condiciones ambientales más secas, la eficacia fue superior, situándose entre el 67% y 80%.
Conclusiones:
Los resultados destacan que, especialmente en el cultivo de mora, la eficacia de varios fungicidas químicos frente a B. cinerea ha disminuido. En este escenario, Tricotec® WG surge como una alternativa biológica eficaz para el manejo del moho gris en fresa y mora, demostrando un desempeño consistente ante la variabilidad climática.
Sin embargo, considerando que una alta humedad relativa incrementa la presión de la enfermedad, se recomienda integrar el bioplaguicida en programas de manejo integrado en rotación con fungicidas de baja categoría toxicológica. Estrategia que no solo optimiza el control sanitario en condiciones ambientales críticas, sino que constituye una medida esencial para reducir el riesgo de desarrollo de resistencia, contribuyendo con la sostenibilidad del agroecosistema.
Referencias:
Abbey, J.A., Alzohairy, S.A., Neugebauer, K.A., Hatlen, R.J & Miles, T.D. (2024) Fungicide resistance in Botrytis cinerea and identification of Botrytis species associated with blueberry in Michigan. Front. Microbiol. 15:1425392.
https://doi.org/10.3389/fmicb.2024.1425392
Amiri, A., Heath, S.M., & Peres, N.A. (2013). Phenotypic characterization of multifungicide resistance in Botrytis cinerea isolates from 22
strawberry fields in Florida. Plant Dis. 97 (3):393-401. https://doi.org/10.1094/PDIS-08- 12-0748-RE
Cotes, A.M., Zapata, Y., Beltrán, C., Kobayashi, S., Uribe, L., & Elad Y. (2018). Control Biológico De Patógenos Foliares. En A.M Cotes (Eds.), Control biológico de fitopatógenos, insectos y ácaros (Vol ppl. 1). Mosquera, Colombia: Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria, Editorial AGROSAVIA.
http://hdl.handle.net/20.500.12324/33829
Elad, Y. (2016). Cultural and integrated control of Botrytis spp. En: Fillinger, S. & Elad, Y. (Eds.) Botrytis – the Fungus, the Pathogen and its Management in Agricultural Systems (pp 149-164). Springer International Publishing. https://doi. org/10.1007/978-3-319-23371-0
Fungicide Resistance Action Committee (FRAC). (2019). PATHOGEN RISK LIST.
https://www.frac.info/media/qluf3unn/frac-pathogen-list-2019.pdf
Hahn M. (2014). The rising threat of fungicide resistance in plant pathogenic fungi: Botrytis as a case study. J Chem Biol. 2014;7(4):133-141.
https://doi.org/10.1007/s12154-014-0113-1
Lagos-Álvarez, Y.B, Díaz-Ramírez, L.M, Melo-Velasco, J.M & Hurtado-Bermúdez, J.J. (2022). Residuos de plaguicidas en moras (Rubus glaucus Benth.) en el Valle del Cauca, Colombia. Agronomía Mesoamericana, 33 (2), 47538.
https://doi.org/10.15517/am.v33i2.47538
Molina, S., de La Rotta, M., & Torres, E. (2004). Incidencia de infecciones quiescentes de Botrytis cinerea en flores y frutos de mora de castilla (Rubus glaucus, Benth.). Agronomía Colombiana 22 (2): 101-109.
https://www.redalyc.org/pdf/1803/180318264002. pdf
Moreno-Velandia, C.A., Izquierdo-García, L.F., Zapata-Narváez, Y.A., Beltrán-Acosta, C.R & Zuluaga-Mogollón, M.V. 2020. Tricotec® WG Biofungicida. Recomendaciones de uso y patógenos blancos. Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria-AGROSAVIA. 48p. http://hdl.handle.net/20.500.12324/36526
Prusky, D., & Lichter, A. (2007). Activation of quiescent infections by postharvest pathogens during transition from the biotrophic to the necrotrophic stage. FEMS Microbiology Letters, 268 (1):1 – 8. https://doi.org/10.1111/j.1574- 6968.2006.00603.x
Rabasco-Vílchez, L., Porras-Pérez, E., Possas, A., Morcillo-Martín, R., & Pérez-Rodríguez, F. (2025). A predictive approach to reducing strawberry post-harvest waste: impact of storage conditions and water activity on Botrytis cinerea germination. Food Res. Int., 210: 116401. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2025.116401
Uribe, L., Zapata J., & Cotes, A.M. (2013). Sensibilidad de Botrytis cinerea a siete fungicidas comúnmente empleados para su control en cultivos de mora. En, J. Zapata (Eds.), Desarrollo de prototipos de bioplaguicida a base de Rhodotorula glutinis LvCo7 para el control de Botrytis cinerea en cultivos de mora (pp 11-25). Boletín Técnico Corpoica, Produmedios.
https://repository.agrosavia.co/bitstream/handle/20.500.12324/19549/45478_62385.pdf?sequence=1&isAllowed=y
Weber, RWS. (2011). Resistance of Botrytis cinerea to multiple fungicides in Northern German small-fruit production. Plant Dis. 95:1263–1269.
https://doi.org/10.1094/PDIS-03-11-0209
Wu, Z., Bi, Y., Zhang, J., Gao, T., Li, X., Hao, J., Li, G., Liu, P., & Liu, X. (2024). Multidrug resistance of Botrytis cinerea associated with its adaptation to plant secondary metabolites. mBio, 15(2), e0223723. https://doi.org/10.1128/mbio.02237- 23
Zapata, J., & Cotes, A.M. (2013). Eficacia de dos prototipos de bioplaguicida a base de Rhodotorula glutinis cepa LvCo7 y un bioplaguicida a base de Trichoderma koningiopsis cepa Th003 en el control de B. cinerea en cultivos de mora. En J. Zapata (Eds.), Desarrollo de prototipos de bioplaguicida a base de Rhodotorula glutinis LvCo7 para el control de Botrytis cinerea en cultivos de mora (pp 73-79). Boletín Técnico Corpoica, Produmedios. http://hdl.handle. net/20.500.12324/13072
Zapata, Y., &Beltrán C. (2019). Evaluation of proposed integrated diseases management strategies in blackberry cultivation according to its sustainability. Revista Brasileira de Fruticultura, 41(5), e-499. https://doi.org/10.1590/0100- 29452019499
Zhao, Y., De Coninck, B., Ribeiro, B., Nicolaï, B., & Hertog, M. (2023). Early detection of Botrytis cinerea in strawberry fruit during quiescent infection using selected ion flow tube mass spectrometry (SIFT-MS). International journal of food microbiology, 402, 110313.
https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2023.110313
Elaborado por: Yimmy Alexander Zapata Narváez.
Investigador de la Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria – AGROSAVIA



